Und ich habe eine ziemlich terminlich belegte Woche vor mir, und dann bin ich nächste Woche gar nicht da, also nicht hier, sondern woanders
Für die, die dann meine Schildkröten klauen wollen, sei aber gesagt, dass die Tiere streng bewacht sind und Fußfallen sowie Selbstschussanlagen aufgestellt sind, Hunde engagiert sind und Nachbarn auf Beobachtungsposten sitzen.
Aber danach ist ja auch noch Zeit, bei den Schildkröten ist bald gar nichts mehr los, da haben wir alle VIEL Zeit für Virus X.

Picornaviren (Virus „X“)
Picornaviren (auch als Virus „X“ bekannt) werden regelmäßig bei Landschildkröten nachgewiesen. Sie kommen oft gemeinsam mit weiteren Erregern, insbesondere mit Herpesviren und Mykoplasmen vor. Klinisch werden sie bei Jungtieren in Zusammenhang mit Erweichung des Panzers gesehen. Bei erwachsenen Tieren treten sie in Zusammenhang mit Rhinitis, Stomatitis, Aszites und plötzlichen Todesfälle auf. Picornaviren sind am besten in Rachentupfern nachweisbar. Als Organproben eignen sich Darm, Zunge, Niere und Leber.


Das ist eine Kopie von Laboclin in Bad Kissingen.

Ein Zusammenhang zwischen Panzererweichung und Atemwegsinfekten scheint hier doch zu bestehen.
Allerdings sind es nicht die neusten Erkenntnisse.
Trotzdem können wir sie ja mal festhalten.

Achja @Hannelore , pass bloß auf, dass die Hunde nicht in die ganzen Fallen geraten

Hallo Herr Opiela,
ich stehe mit "Anna" in Verbindung, die mit dem kleinen, weichen “Virus X – Schildkrötchen”.
Sie hatten ihr gesagt, dass das Virus auch durch Fliegen übertragen werden kann.
Kann man irgendwo nachlesen, welche Übertragungsmöglichkeiten es gibt – im Internet?

Wir sammeln im Forum www.landschildkroeten-forum.eu alle Infos zum Virus,
die uns und unsere Schildkröten betreffen.

Und darf ich Ihre Antwort(en) in diesem Forum veröffentlichen?

Danke und viele Grüße!
Hannelore Müller


Hallo Frau Müller,
die Picornavirusinfektion der SK ist noch nicht gut erforscht.
Allgemein werden Picornaviren über Schmierinfektionen übertragen.
Verschiedene Sekrete und Exkrete sind bei der Ausscheidung möglich.
Da die Virusgruppe eine reltiv hohe Tenazität besitzt, sollte eine Vektorübertragung kein Problem darstellen.

Diese Infos können Sie natürlich verwenden.

Viele Grüße
K. Opiela

mir unbekannte Wörter:

Tenazität: https://de.wikipedia.org/wiki/Tenazit%C3%A4t
"In der Mikrobiologie beschreibt die Tenazität (lat. tenacitas Festhalten) oder Zähigkeit oder Haftvermögen die Fähigkeit eines Mikroorganismus auch unter nicht optimalen Bedingungen zu überleben. Dies kann durch verschiedene Eigenschaften des Mikroorganismus begründet sein, wie zum Beispiel geringe Temperaturempfindlichkeit, hohe pH-Toleranz etc. Besonders wird damit charakterisiert, wie lange ein Mikroorganismus in der Umgebung, also außerhalb seines gewohnten Habitats, überleben kann. Solch ein Habitat wäre bei einem humanpathogenen Keim der menschliche Körper."

Vektorübertragung: https://www.efsa.europa.eu/de/topics/top...-borne-diseases
"Ein Vektor ist ein lebender Organismus, der Krankheitserreger von einem infizierten Tier auf einen Menschen oder ein anderes Tier überträgt. Bei Vektoren handelt es sich häufig um Arthropoden (Gliederfüßer), z.B. Stechmücken, Zecken, Fliegen, Flöhe oder Läuse."

Ist das Picornavirus von der Schildkröte auf den Menschen übertragbar. Ich hab das jetzt dreimal gelesen und verstehe JA

Nö, das steht da auch nirgends. Da steht bloß, dass es durch Vektoren übertragen werden kann. Also über andere Lebewesen (z.B. Mücken, Fliegen, Menschen...) auf eine andere Schildkröte. Und dass das Virus so zäh ist, dass es einiges überlebt.

Ich bekam gerade einen Artikel anonym zugesandt. Hab versucht, ihn auf der angegebenen homepage zu finden, vergebens. Vermutlich muss man registriert sein. Im Prinzip kennen wir den Inhalt, da er uns schon von den Uni Gießen in Form eines anderen Schriftstücks übermittelt wurde. Oder war es genau das Gleiche?



Es ist mir nicht gelungen, den 1. Teil zu vergrößern, muss der Leser dann selbst am PC machen.|addpics|38s-qo-7394.jpg-invaddpicsinvv,38s-qp-dc5c.jpg-invaddpicsinvv|/addpics|

Nein, ich hab ihn so per Email bekommen. Aber ist es nicht das Gleiche, was wir schon von Gießen bekommen haben?

So, ich kopier jetzt das, was ich im Januar bekommen hab und eigentlich nicht posten wollte, doch hier rein, basta!

Tierärztliche Praxis Kleintiere 5/2018 © Georg Thieme Verlag KG 2018
304
Keywords
Soft shell disease, chelonia, prevalence, carrier
Summary
Objective: Tortoise picornavirus (ToPV) has been speculated to play
an important role in the frequently seen disease pattern of juvenile
shell softening. This study aimed to determine ToPV prevalence among
German tortoise collections. Material and methods: A total of 334
animals selected from 27 different collections were included. Seven
species of four genera of the family Testudinidae (Testudo graeca,
T. hermanni, T. marginata, T. horsfieldii, Centrochelys sulcata, Stigmo -
chelys pardalis, Chelonoidis carbonarius) were sampled. The tortoises
were clinically investigated and none of the adults showed any signs
of shell softening. Seven hatchlings of a ToPV-positive T. graeca breeding
pair showed retarded growth and a progressive shell weakness
that resulted in death. Each animal was sampled by conjunctival,
pharyngeal and cloacal swabs (990 swabs in total) and blood sampling
(293 in total). All three swabs of one animal were pooled and
tested by reverse transcriptase polymerase chain reaction (RT-PCR) for
tortoise picornavirus RNA. Blood samples were investigated by virus
neutralisation test (VNT) for specific anti ToPV antibodies. All titres
equal to or higher than log2 = 2 were considered positive. Results: In
total, 35 adult and 11 juvenile animals were tested positive for ToPV
RNA. The serological investigation did detect specific antibodies
against ToPV in 44 adult tortoises and one juvenile. In total, 76 animals
were tested positive in either one of the investigations, 16 animals
in both. The highest number of ToPV-positive animals was found
for T. graeca, with a prevalence of 32 %. No specimens of C. carbo -
narius, C. sulcata, or S. pardalis were tested positive. Conclusion and
clinical relevance: The results propose a predisposition in T. graeca,
as well as a high prevalence of ToPV in T. graeca, whereas other
species showed only single or no positive animals, but may function as
virus carriers.
Schlüsselwörter
Panzerweiche, Schildkröten, Prävalenz, Virusträger
Zusammenfassung
Gegenstand und Ziel: Tortoise Picornavirus (ToPV) wird bei dem oft
beschriebenen Krankheitsbild der Panzerweiche bei Schildkröten als
ursächlicher Faktor diskutiert. Diese Studie hatte zum Ziel, die Ver -
breitung des Virus in deutschen Schildkrötenbeständen zu klären.
Mate rial und Methoden: In die Untersuchungen wurden insgesamt
334 Schildkröten aus 27 Beständen in Deutschland einbezogen. Eine
Beprobung erfolgte bei sieben Spezies aus der Familie Testudinidae
(Testudo graeca, T. hermanni, T. marginata, T. horsfieldii, Centrochelys
sulcata, Stigmochelys pardalis und Chelonoidis carbonarius). Die
Schildkröten wurden klinisch untersucht. Keines der adulten Tiere wies
Anzeichen einer Panzerweiche auf. Sieben Schlüpflinge eines positiv
auf ToPV getesteten Zuchtpaares zeigten einen weichen Panzer und
ein gestörtes Körperwachstum, das im Verenden der Tiere resultierte.
Von jeder Schildkröte wurden Konjunktival-, Pharyngeal- und Kloakentupferproben
(990 insgesamt) sowie Blutproben (293 insgesamt) entnommen.
Die drei Tupferproben eines jeden Tieres wurden gepoolt
mittels Reverse-Transkriptase-Polymerase-Kettenreaktion (RT-PCR)
auf das Vorliegen von ToPV-RNS untersucht. Zum Nachweis auf spezifische
Anti-ToPV-Antikörper in den Blutproben diente ein Virusneutralisationstest,
wobei Titer von log2 = 2 und höher als positiv bewertet
wurden. Ergebnisse: Die Untersuchung auf ToPV-RNS ergab bei
35 adulten und 11 juvenilen Tiere ein positives Resultat. Serologisch
waren 44 adulte und eine juvenile Schildkröte positiv. Insgesamt
76 Tiere wurden molekularbiologisch oder serologisch positiv getestet,
bei 16 Tieren fielen beide Untersuchungen positiv aus. Die höchste
Anzahl positiv getesteter Tiere zeigte sich bei T. graeca mit einer Prävalenz
von 32 %. Bei den Arten C. carbonarius, C. sulcata und S. pardalis
wurden keine positiven Tiere detektiert. Schlussfolgerung und
klini sche Relevanz: Die Ergebnisse verzeichnen eine Prädisposition
und eine Prävalenz des ToPV für T. graeca, wohingegen andere Arten
nur vereinzelt positive Tiere aufweisen, jedoch als Träger für das Virus
fungieren könnten.
Correspondence to
Susanne Paries
Clinic for Birds, Reptiles, Amphibians and Fish
Faculty of Veterinary Medicine
Justus Liebig University Giessen
Frankfurter Strasse 91–93
35392 Giessen, Germany
Email: pariessu@hotmail.com
Untersuchungen zur Prävalenz von Tortoise Picornavirus bei als Heimtier
gehal tenen Landschildkröten in Deutschland
Tierarztl Prax Ausg K Kleintiere Heimtiere 2018; 46: 304–308
http://dx.doi.org/10.15654/TPK-180156
Received: January 17, 2018
Accepted after revision: July 16, 2018
Investigations on the prevalence of tortoise picorna -
virus in captive tortoises in Germany
Susanne Paries; Svenja Funcke; Michael Lierz
Clinic for Birds, Reptiles, Amphibians and Fish, Faculty of Veterinary Medicine, Justus Liebig University Giessen, Giessen, Germany
Original Article
© Georg Thieme Verlag KG 2018 Tierärztliche Praxis Kleintiere 5/2018
305
Introduction
Shell softening is a common disease pattern in captive chelonians.
Tortoises often present soft carapace and plastron followed by anorexia,
apathy and death. While many of these diseased animals
suffer from inadequate housing conditions and a lack of UVB light
and calcium, the cause of some cases remains unclear, after parasitological
agents like Hexamita parva, Balantidium spp., or bacterial
infections have been ruled out as potential causes (1, 3–5, 18, 19).
In previous studies, different tortoise species, especially the hatchlings
of Testudo graeca died around 6 weeks after the appearance
of the first symptoms. The carapace and plastron had a greyish co -
louration and were easy to bend with pressure administered by a
finger. Anorexia and apathy occurred slightly before death (6). Pathology
and histopathology demonstrated nephropathy and osteodystrophic
changes (6). Mainly T. graeca presented these clinical
signs, and a predisposition in this species was suggested (6).
Conjunctival, pharyngeal and cloacal swabs of each tortoise
were taken for virus isolation. After a period of 4–5 days after
inoculation on TH1 cell culture monolayers, a cytopathic effect
(CPE) was observable; it was characterised by cell rounding and
cell lysis. Characterisation revealed the presence of a non-enve -
loped single stranded RNA virus (6). Electron microscopy was
performed and small 20–25 nm particles, with a round, indefinite
capsid, were detected (6). The virus was defined as a very small,
non-enveloped single stranded RNA virus with a high acid sta -
bility and was identified as a virus in the family Picornaviridae.
Sequence analysis of isolate 1243/37 Zu, taken from a juvenile tortoise
deceased after shell softening, revealed a picornavirus with
a genome of approximately 8 kb in length (9). Consequently, RTPCR
for virus detection was developed by two different authors
(9, 13). At this point, the names tortoise testivirus 1 and tortoise
picor navirus were proposed (6, 9).
ToPV was thought to be a causative agent in the clinical pattern
of soft carapace and plastron, but was also isolated in healthy tortoises
in previous studies, for routine survey on chelonian viruses
(10, 12–15). Heuser et al. (6) isolated the virus from different
species but only T. graeca and one Geochelone elegans individual
demonstrated clinical signs, whereas other species showed normal
development but also showed seroconversion. Recently, the virus
was also detected in other species (16), and the genome sequence
was analysed in order to determine the phylogeny of the virus (2).
In August 2017, ToPV was classified as Torchivirus by the International
Committee on Taxonomy of Viruses (ICTV) (8). Recent
investigations consider genetic variability in detected ToPV (10,
13). The present study focuses on the prevalence of ToPV in tortoise
collections in Germany, since previous work focused on only
one collection. Several additional species were included in this
study to evaluate the suggested predisposition in T. graeca. Adults
as well as juveniles were tested to determine a potential age-related
clinical outcome of the infection.
Material and methods
Animals
From all German BfN (Bund für Naturschutz) registered breeders
of T. graeca and T. hermanni that agreed to participate in the study,
27 collections of one or both species were randomly selected. The
tested flocks were located in 7 of 16 German federal states. In all
collections, the animals were captive bred and belonged to either
private keepers or sanctuaries. The tortoises were kept outdoors
with access to shelter and a light and heat source if needed. Diet
consisted of fresh greens, hay, and vegetables and was appropriate
for these species. Adults hibernated for at least 3 months. Most of
the animals reproduced yearly, and offspring was sold or kept. In
each collection, up to 10 randomly selected tortoises of each
species were included in the study. If other species were present,
they were also tested. The examined tortoises belonged to seven
different species of the family Testudinidae with mainly spurthighed
tortoises (T. graeca: n = 147) and Herman’s tortoises
(T. hermanni: n = 147), Russian tortoises (T. horsfieldii: n = 13),
marginated tortoises (T. marginata: n = 19) and three other species
(Centrochelys sulcata: n = 2, Stigmochelys pardalis: n = 1, Chelonoides
carbonarius: n = 5).
Clinical examination and sampling
All animals were generally examined for body condition and appearance,
and weight and carapace dimensions and any abnormalities
were listed. The firmness of the carapace and plastron was
tested by gentle pressure with a finger. Abnormalities were documented.
Sampling was performed over a 3-year period. Each animal was
sampled by a conjunctival, oral and cloacal swab, totalling 990
swab samples. In 4 of 334 animals, swab sampling was not possible
due to compliance of the animals. Additionally, venous blood
samples (
300 μl) were taken from the subcarapacial sinus if the
animals weighed over 100 g. In total, 293 blood samples were collected.
In 41 of the 334 animals, blood collection was not possible
either because the animals were too small or the owners did not
agree to this procedure. In 289 animals, both swab and blood sampling
were performed. The swabs were stored in Eppendorf tubes
with 500 μl of RNAlater (Qiagen, Hilden, Germany). Blood
samples were collected in lithium heparin tubes, centrifuged and
the plasma retained. All samples were frozen at –80 °C until
further investigation.
Testing
All three swabs of one animal were pooled and tested for the pre -
sence of ToPV RNA by reverse transcriptase polymerase chain
reaction (RT-PCR) (7). RNA was isolated from swabs using
Qiagen RNeasy Mini Kit (Qiagen, Hilden, Germany). cDNA synthesis
of the isolated RNA was performed with the Transcriptor
High Fidelity cDNA Synthesis Kit (Roche Diagnostics, Mannheim,
S. Paries et al.: Prevalence of tortoise picornavirus
Tierärztliche Praxis Kleintiere 5/2018 © Georg Thieme Verlag KG 2018
306
Germany), and for PCR, KOD Hotstart Polymerase Kit (Merck
chemicals, Darmstadt, Germany) was used, with two primers (Kei
4343: CTTCAGTATAGAAAACGGATTTGATG and anchored
Oligo (dT)18 Primer). After RT-PCR, the product was assessed
using electrophoresis on an agarose gel (Agarose NEEO ultra, Carl
Roth, Karlsruhe, Germany) including GelredTM (Phenix Research
Products, Candler, USA) for staining. Electrophoresis was performed
using 120 V for 35 minutes (Electrophoresis Power Supply,
Pharmacia, Amersham, California, USA). PCR products were
compared to a ToPV isolate from previous work (strain 1243/37
ZU), which was sequenced and confirmed as ToPV (6). Specificity
and sensitivity of the PCR was tested and confirmed prior to testing
the samples.
Plasma samples were tested for specific anti ToPV antibodies
using a virus neutralisation test. Therefore, samples were diluted in
96-well microtitre plates (Nunc GmbH, Zürich, Switzerland) and
reacted with approximately 100 TICD50 per well of the test virus
(1243/37 ZU) (6) for 120 minutes. After that, maintanance me -
dium was added and all plates were incubated at 28 °C for 6 days.
Neutralising titres were expressed in log2 values of the highest plasma
dilution that entirely prevented the development of a CPE.
Results
In 46 out of 330 (13.9 %) investigated animals, RNA of ToPV was
detected. A total of 32 of 147 (21.8 %) T. graeca and 9 of 147 (6.1 %)
T. hermanni tested positive for ToPV. In addition, 1 of 12 (8.3 %)
T. horsfieldii and 4 of 19 (21 %) T. marginata animals were positive
( Table 1). All samples of the other species were negative.
The serological investigation demonstrated specific anti ToPV
antibodies in 45 of 293 (15.4 %) investigated samples. Titres
ranged from log2 = 1 to log2 = 6. A total of 26 of 114 (22.1 %)
T. graeca and 8 of 114 (5.6 %) T. hermanni tested positive. In addition,
in the sera of 8 of 19 (42.1 %) T. marginata and 3 of 12 (25 %)
T. horsfieldii tested positive ( Table 1). None of the other species
had detectable antibody levels. Interestingly, 20 animals (11 T.
graeca, 8 T. hermanni, 1 T. marginata) that tested positive with RTPCR
did not demonstrate antibodies against ToPV, and 28 animals
(15 T. graeca, 7 T. hermanni, 5 T. marginata, 1 T. horsfieldii) that
showed antibodies did not test positive with RT-PCR.
Sixteen (11 T. graeca, 1 T. hermanni, 3 T. marginata, 1 T. horsfieldii)
of 289 animals investigated by RT-PCR and serology tested
positive in both, and titres ranged from log2 = 2 to log2 = 5.
In total, 17 of the 27 (63 %) collections were positive (PCR or
serology). ToPV-positive animals were found in 13 of 16 (81.3 %)
collections including T. graeca and 9 of 19 (47.4 %) collections including
T. hermanni. T. marginata presented ToPV in 3 of 4 (75 %)
investigated stocks and T. horsfieldii presented ToPV in 2 of 4 collections
(50 %). Five of 11 collections (45.5 %) that housed T. graeca
and T. hermanni showed positive animals in both species.
T. marginata was kept with T. graeca in four collections; in two of
these (50 %), both species were positive for ToPV. Within the single
collections, the number of positive animals varied, but in no case
were all animals of one collection tested positive.
None of the adult animals or any subadult tortoises presented
clinical signs suspicious for shell softening, but seven hatchlings of
a ToPV-positive but clinically healthy breeding pair of T. graeca
demonstrated a soft carapace and plastron, and all of them died
after different periods of anorexia and apathy. All seven (100 %)
hatchlings tested positive for ToPV in RT-PCR; serological inves -
tigation was possible in only two animals after death – one was
negative and one presented an antibody titre of log2 = 4.
Discussion
This study was performed to determine the distribution of ToPV
in different tortoise species in German collections. Among the different
species tested, T. graeca presented the highest prevalence.
Here, 21.8 % were positive using RT-PCR and 22.1 % showed specific
antibodies, whereas in T. hermanni only 6.1 % using PCR and
Species
Testudo (T.) graeca
T. hermanni
T. marginata
T. horsfieldii
Others2
1 VNT = virus neutralisation test; 2 Centrochelys sulcata, Stigmochelys pardalis, Chelonoidis carbonarius
RT-PCR
(positive/total)
n
32/147
9/147
4/19
1/12
0/5
46/330
%
21.8
6.1
21
8.3
0
Serology (VNT)1
(positive/total)
n
26/114
8/144
8/19
3/12
0/4
45/293
%
22.8
5.6
42.1
25
0
RT-PCR + VNT
(positive/total)
n
11/114
1/144
3/19
1/11
0/1
16/289
%
9.6
0.7
15.8
9.1
0
RT-PCR or VNT
(positive/total)
n
47/147
16/147
9/19
3/13
0/8
%
32
10.9
47.4
23.1
0
Table 1 Results of the examination of swabs and blood samples for detection of RNA of Tortoise Picornavirus (ToPV) and anti ToPV antibodies, respec tively.
Tab. 1 Ergebnisse der Untersuchung von Tupfer- und Blutproben zum Nachweis von RNA des Tortoise Picornavirus (ToPV) bzw. spezifischer Antikörper gegen
ToPV
S. Paries et al.: Prevalence of tortoise picornavirus
© Georg Thieme Verlag KG 2018 Tierärztliche Praxis Kleintiere 5/2018
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5.6 % using serology tested positive. T. marginata tested positive in
21 %/42.1 % and T. horsfieldii in 8.3 %/25 % for RT-PCR/serology,
respectively. The results of T. marginata and T. horsfieldii cannot be
compared to T. graeca and T. hermanni due to the relatively small
sample size. In T. marginata only 19 and in T. horsfieldii only 13
animals were available. Additionally, these 19 T. marginata ori -
ginated from only four different collections, and the 13 T. horsfieldii
also came from only four stocks. However, since there were
positive animals in these species, and Heuser et al. (6) and Mar -
schang et al. (11, 14) also detected positive animals in T. marginata,
they were included in this study.
The role of the ToPV-positive animals in species other than
T. graeca remains unclear, since signs of juvenile shell softening associated
with this virus have only been reported in T. graeca. There
is a high possibility that they may function as virus carriers. A carrier
state has also been speculated for adult T. graeca (6). So far,
clinical signs have only been seen in juvenile T. graeca (6). None of
the adult and subadult animals in our study demonstrated any
signs of disease, but the offspring of a ToPV-positive T. graeca
breeding pair was 100 % positive when detected using RT-PCR,
and all of them died in the first 16 weeks after hatching, showing
retarded growth, soft carapace and plastron, anorexia and apathy,
comparable to the description of Heuser et al. (6).
The results from our study support the data of previous studies:
the highest number of ToPV-positive animals are detected in
T. graeca. However, the prevalence in Germany was higher than in
previous studies conducted throughout Europe (10). This may result
from the wider range of tested flocks. Breeders in Germany
have contact to other breeders, and animals are bred and sold, so
the distribution of potentially sick/virus positive animals is likely
to encompass the whole of Europe. Additionally, we tested several
animals in each collection, other than in the investigations in Europe,
where either samples in routine diagnostics of various
owners, or animals in field studies were tested (10, 13). We also
support the potential role of the virus in shell softening in juvenile
T. graeca, as all positive juveniles from a positive breeding pair
showed clinical signs of the disease.
The serological results support the hypothesis that adult animals
are carriers of the disease. Whereas in T. graeca 26 animals
(22.8 %) had detectable antibodies against ToPV, T. hermanni
showed only eight (7 %) animals with antibodies. This suggests a
higher susceptibility to the virus and that infection is underway in
T. graeca, whereas T. hermanni is only carrying the virus without
clinical infection and seroconversion. Within a single test, a
change in titre cannot be seen. In the present study, animals pre -
sented only a titre but no virus shedding. They may have overcome
infection, or were partly non-shedding. Therefore, the number of
animals that tested positive by PCR might potentially be higher
when flocks are repeatedly tested. Animals that were positive by
PCR but did not present measurable anti ToPV antibody titres
may also be the result of contamination during sample collection.
More likely is an early state of infection, or an infection via vertical
transmission, with either a latent infection or not yet measurable
antibodies. Antibody titres may also change in different stages of
infection, which could also explain the negative animals. By now
two more PCR protocols have been established, different strains
have been detected and a higher number of samples have been
tested positive using more than one protocol (13). It might be
possible to retest our samples to include genetic variation and to
get an even higher or more acurate prevalence in Germany.
The distribution of the virus is likely to occur from breeder to
breeder during exhibitions and shows, as well as from direct contact
between animals. Vertical transmission is also highly likely, as
demonstrated by the ToPV-positive offspring of the positive breeding
pair, which did not have contact with their parents. In collections,
incubation is regularly performed artificially, and eggs or
hatchlings do not have any contact with the adults after laying,
during incubation until the hatching period. Picornaviruses cannot
survive on the egg shell over the incubation time of 53–63 days
at a temperature of 28–32 °C (17). Since a carrier state is suggested
in adults and other species, and clinical signs do not appear in
adults, the strict performance on quarantine and separation of different
species is one important force for suppressing the spread in
collections when purchasing or introducing new animals. This includes
animals that are serologically negative and shedding the
virus, as well as animals that are serologically positive.
Out of 88 breeders contacted, 27 agreed to participate in the
study. These were unequally distributed throughout Germany,
which may lead to the presumption that the overall prevalence of
tortoise picornavirus might not correctly be estimated. However,
as direct contact between collections is rare and animals are transferred
through collections all over the country, this may only be a
minor factor. Nevertheless, this was the first study investigating the
occurence of the newly described virus in German tortoise collections.
The high prevalence detected clearly demonstrates a wide
distribution of the virus within the country and its potential importance.
Declaration of conflict of interests
The authors declare the absence of any conflict of interest. No financial
or any external resources were involved in the conduct of
this study.
Conclusion for practice
Soft carapace and plastron can be the result of inadequate housing
and malnutrition. However, disease may be another cause, and a
virus suspected to cause shell softening was detected. This virus is
spread in tortoise collections and species other than Testudo graeca
can be infected. Animals should be tested before they are introduced
into new collections due to their suspected carrier state.
S. Paries et al.: Prevalence of tortoise picornavirus
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S. Paries et al.: Prevalence of tortoise picornavirus
Tierärztliche Praxis Kleintiere 5/2018
308

Die Tabelle hier als Bild, ist im Text durcheinander gerutscht:



Vom Übersetzungsprogramm übersetzt:


Untersuchungen zur Verbreitung des Schildkrötenpicorna -
Virus in Beständen von in Gefangenschaft gehaltenen Schildkröten in Deutschland

Susanne Paries; Svenja Funcke; Michael Lierz
Clinic for Birds, Reptiles, Amphibians and Fish, Faculty of Veterinary Medicine, Justus Liebig University Giessen, Giessen, Germany

Zusammenfassung
Gegenstand und Ziel: Tortoise Picornavirus (ToPV) wird bei dem oft
beschriebenen Krankheitsbild der Panzerweiche bei Schildkröten als
ursächlicher Faktor diskutiert. Diese Studie hatte zum Ziel, die Ver -
breitung des Virus in deutschen Schildkrötenbeständen zu klären.

Material und Methoden: In die Untersuchungen wurden insgesamt
334 Schildkröten aus 27 Beständen in Deutschland einbezogen. Eine
Beprobung erfolgte bei sieben Spezies aus der Familie Testudinidae
(Testudo graeca, T. hermanni, T. marginata, T. horsfieldii, Centrochelys
sulcata, Stigmochelys pardalis und Chelonoidis carbonarius). Die
Schildkröten wurden klinisch untersucht. Keines der adulten Tiere wies
Anzeichen einer Panzerweiche auf. Sieben Schlüpflinge eines positiv
auf ToPV getesteten Zuchtpaares zeigten einen weichen Panzer und
ein gestörtes Körperwachstum, das im Verenden der Tiere resultierte.
Von jeder Schildkröte wurden Konjunktival-, Pharyngeal- und Kloakentupferproben
(990 insgesamt) sowie Blutproben (293 insgesamt) entnommen.
Die drei Tupferproben eines jeden Tieres wurden gepoolt
mittels Reverse-Transkriptase-Polymerase-Kettenreaktion (RT-PCR)
auf das Vorliegen von ToPV-RNS untersucht. Zum Nachweis auf spezifische
Anti-ToPV-Antikörper in den Blutproben diente ein Virusneutralisationstest,
wobei Titer von log2 = 2 und höher als positiv bewertet
wurden.
Ergebnisse: Die Untersuchung auf ToPV-RNS ergab bei
35 adulten und 11 juvenilen Tiere ein positives Resultat. Serologisch
waren 44 adulte und eine juvenile Schildkröte positiv. Insgesamt
76 Tiere wurden molekularbiologisch oder serologisch positiv getestet,
bei 16 Tieren fielen beide Untersuchungen positiv aus. Die höchste
Anzahl positiv getesteter Tiere zeigte sich bei T. graeca mit einer Prävalenz
von 32 %. Bei den Arten C. carbonarius, C. sulcata und S. pardalis
wurden keine positiven Tiere detektiert.
Schlussfolgerung und klinische Relevanz:
Die Ergebnisse verzeichnen eine Prädisposition
und eine Prävalenz des ToPV für T. graeca, wohingegen andere Arten
nur vereinzelt positive Tiere aufweisen, jedoch als Träger für das Virus
fungieren könnten.


Übersetzung ab Seite 305

Einführung
Shell-Erweichung ist ein häufiges Krankheitsbild bei Chelonianern in Gefangenschaft.
Schildkröten zeigen oft weiche Panzer und Plastrone, gefolgt von Anorexie,
Apathie und Tod. Während viele dieser erkrankten Tiere
leiden unter unzureichenden Gehäusebedingungen und einem Mangel an UVB-Licht
und Kalzium, die Ursache einiger Fälle bleibt nach parasitologischen Ursachen unklar
Mittel wie Hexamita Parva, Balantidium spp. oder Bakterien
Infektionen wurden als mögliche Ursachen ausgeschlossen (1, 3–5, 18, 19).
In früheren Studien wurden verschiedene Schildkrötenarten, insbesondere die Jungtiere, untersucht von Testudo graeca starb etwa 6 Wochen nach dem Auftritt
der ersten Symptome. Der Panzer und der Platzhalter hatten eine graue
Louration und waren leicht zu biegen mit Druck von a ausgeübt
Finger. Magersucht und Apathie traten kurz vor dem Tod auf (6). Pathologie
und Histopathologie zeigten Nephropathie und Osteodystrophie
Änderungen (6). Hauptsächlich stellte T. graeca diese klinisch vor
Anzeichen und eine Prädisposition bei dieser Art wurde vorgeschlagen (6).
Konjunktiva-, Rachen- und Kloakenabstriche jeder Schildkröte
wurden zur Virusisolierung genommen. Nach einem Zeitraum von 4–5 Tagen danach
Inokulation auf TH1-Zellkultur-Monolayern, eine zytopathische Wirkung
(CPE) war beobachtbar; es wurde durch Rundung der Zellen und charakterisiert
Zelllyse. Charakterisierung ergab das Vorhandensein eines Nicht-Enve
loped einsträngiges RNA-Virus (6). Elektronenmikroskopie war
kleine und kleine Partikel von 20–25 nm, rund und unbestimmt
Capsid, wurden nachgewiesen (6). Das Virus wurde als sehr klein definiert,
nicht umhülltes einzelsträngiges RNA-Virus mit hohem Säurestand
und wurde als Virus in der Familie Picornaviridae identifiziert.
Sequenzanalyse des Isolats 1243/37 Zu, entnommen von einer juvenilen Schildkröte
Nach Muskelfleischung verstorben, ergab sich ein Picornavirus mit
ein Genom von etwa 8 kb Länge (9). Folglich RTPCR
Zum Nachweis von Viren wurde von zwei verschiedenen Autoren entwickelt
(9, 13). An dieser Stelle die Namen Schildkröte Testivirus 1 und Schildkröte
Picor Navirus wurde vorgeschlagen (6, 9).
Es wurde angenommen, dass ToPV im klinischen Verlauf ein Erreger ist
von weichem Panzer und Plastron, wurde aber auch in gesunden Schildkröten isoliert
in früheren Studien für Routineuntersuchungen zu Chelonian-Viren
(10, 12–15). Heuser et al. (6) isolierte das Virus aus verschiedenen
Arten, aber nur T. graeca und ein Geochelone elegans-Individuum
zeigten klinische Anzeichen, während andere Arten normal waren
Entwicklung, aber auch Serokonversion. Vor kurzem das Virus
wurde auch in anderen Spezies (16) und der Genomsequenz nachgewiesen
wurde analysiert, um die Phylogenie des Virus zu bestimmen (2).
Im August 2017 wurde ToPV von der Internationalen als Torchivirus eingestuft
Ausschuss für die Taxonomie von Viren (ICTV) (8). Kürzlich
Untersuchungen berücksichtigen die genetische Variabilität im nachgewiesenen ToPV (10,
13). Die vorliegende Studie konzentriert sich auf die Verbreitung von ToPV bei Schildkröten
Sammlungen in Deutschland, da sich die bisherigen Arbeiten nur auf
eine Sammlung. Einige weitere Arten wurden in diese aufgenommen
Studie zur Bewertung der vorgeschlagenen Prädisposition bei T. graeca. Erwachsene
sowie Jugendliche wurden getestet, um ein mögliches Alter zu ermitteln
klinisches Ergebnis der Infektion.



Material und Methoden
Tiere
Von allen beim deutschen Bund für Naturschutz registrierten Züchtern
von T. graeca und T. hermanni, die der Teilnahme an der Studie zugestimmt haben,
27 Sammlungen einer oder beider Arten wurden zufällig ausgewählt. Das
Getestete Herden befanden sich in 7 von 16 Bundesländern. Insgesamt
Sammlungen wurden die Tiere in Gefangenschaft gezüchtet und gehörten zu beiden
private Hüter oder Heiligtümer. Die Schildkröten wurden draußen gehalten
mit Zugang zu Schutzraum und einer Licht- und Wärmequelle, falls erforderlich. Diät
bestand aus frischem Gemüse, Heu und Gemüse und war angemessen
für diese Arten. Erwachsene waren mindestens 3 Monate im Winterschlaf. Die meisten von
Die Tiere wurden jährlich vermehrt und Nachkommen wurden verkauft oder gehalten. Im
für jede Sammlung bis zu 10 zufällig ausgewählte Schildkröten
Arten wurden in die Studie einbezogen. Wenn andere Arten anwesend waren,
Sie wurden auch getestet. Die untersuchten Schildkröten gehörten zu sieben
verschiedene Arten der Familie Testudinidae mit überwiegend spurthighed
Schildkröten (T. graeca: n = 147) und Hermanns Schildkröten
(T. hermanni: n = 147), russische Schildkröten (T. horsfieldii: n = 13),
margierte Schildkröten (T. marginata: n = 19) und drei andere Arten
(Centrochelys sulcata: n = 2, Stigmochelys pardalis: n = 1, Chelonoide
Carbonarius: n = 5).

Klinische Untersuchung und Probenahme
Alle Tiere wurden im Allgemeinen auf Körperzustand und Aussehen untersucht.
Gewichts- und Panzerabmessungen sowie Abnormalitäten
wurden aufgelistet. Die Festigkeit des Panzers und des Plastrons war
durch sanften Druck mit dem Finger getestet. Abweichungen wurden dokumentiert.
Die Probenahme erfolgte über einen Zeitraum von 3 Jahren. Jedes Tier war
mit einem Konjunktiva-, Mund- und Kloakenabstrich entnommen, insgesamt 990
Tupferproben. Bei 4 von 334 Tieren war die Entnahme von Abstrichen nicht möglich
aufgrund der Einhaltung der Tiere. Zusätzlich venöses Blut
Proben (300 ul) wurden aus dem Sinus subcarapacialis entnommen, wenn
die Tiere wogen über 100 g. Insgesamt wurden 293 Blutproben gesammelt.
Bei 41 der 334 Tiere war keine Blutabnahme möglich
Entweder weil die Tiere zu klein waren oder die Besitzer nicht
stimmen Sie diesem Verfahren zu. Bei 289 Tieren sowohl Abstrich als auch Blutentnahme
wurden aufgeführt. Die Tupfer wurden in Eppendorf-Röhrchen gelagert
mit 500 ul RNAlater (Qiagen, Hilden, Deutschland). Blut
Proben wurden in Lithiumheparinröhrchen gesammelt, zentrifugiert und
das Plasma blieb zurück. Alle Proben wurden bis –80 ° C eingefroren
weitere Untersuchung.

Testen
Alle drei Abstriche eines Tieres wurden gepoolt und für die Voruntersuchung getestet.
von ToPV-RNA durch reverse Transkriptase-Polymerase-Kette
Reaktion (RT-PCR) (7). RNA wurde mit Hilfe von Abstrichen isoliert
Qiagen RNeasy Mini Kit (Qiagen, Hilden, Deutschland). cDNA-Synthese
der isolierten RNA wurde mit dem Transkriptor durchgeführt
High-Fidelity-cDNA-Synthese-Kit (Roche Diagnostics, Mannheim,
S. Paries et al .: Prävalenz des Schildkrötenpikornavirus
Tierärztliche Praxis Kleintiere 5/2018 © Georg Thieme Verlag KG 2018
306
Deutschland) und für PCR das KOD Hotstart Polymerase Kit (Merck
Chemikalien, Darmstadt, Deutschland) mit zwei Grundierungen (Kei
4343: CTTCAGTATAGAAAACGGATTTGATG und verankert
Oligo (dT) 18 Primer). Nach der RT-PCR wurde das Produkt bewertet
unter Verwendung von Elektrophorese auf einem Agarosegel (Agarose NEEO ultra, Carl
Roth, Karlsruhe, einschließlich GelredTM (Phenix Research
Produkte, Candler, USA) zum Anfärben. Elektrophorese wurde durchgeführt
Verwendung von 120 V für 35 Minuten (Elektrophorese-Stromversorgung,
Pharmacia, Amersham, Kalifornien, USA). PCR-Produkte waren
verglichen mit einem ToPV-Isolat aus früheren Arbeiten (Stamm 1243/37
ZU), die als ToPV (6) sequenziert und bestätigt wurde. Besonderheit
und die Sensitivität der PCR wurde vor dem Test getestet und bestätigt
die Beispiele.
Plasmaproben wurden auf spezifische Anti-ToPV-Antikörper getestet
mit einem Virusneutralisationstest. Daher wurden die Proben in verdünnt
Mikrotiterplatten mit 96 Vertiefungen (Nunc GmbH, Zürich, Schweiz) und
reagierte mit etwa 100 TICD50 pro Vertiefung des Testvirus
(1243/37 ZU) (6) für 120 Minuten. Danach wartest du mich -
wurde zugegeben und alle Platten wurden 6 Tage bei 28 ° C inkubiert.
Neutralisierungstiter wurden in log2-Werten des höchsten Plasmas ausgedrückt
Verwässerung, die die Entwicklung eines CPE vollständig verhinderte.

Ergebnisse
Bei 46 von 330 (13,9%) untersuchten Tieren lag die RNA von ToPV
erkannt. Insgesamt 32 von 147 (21,8%) T. graeca und 9 von 147 (6,1%)
T. hermanni getestet positiv für ToPV. Darüber hinaus 1 von 12 (8,3%)
T. horsfieldii und 4 von 19 (21%) T. marginata-Tieren waren positiv
(? Tabelle 1). Alle Proben der anderen Spezies waren negativ.
Die serologische Untersuchung zeigte ein spezifisches Anti-ToPV
Antikörperproben in 45 von 293 (15,4%) untersuchten Proben. Titer
reichte von log2 = 1 bis log2 = 6. Insgesamt 26 von 114 (22.1%)
T. graeca und 8 von 114 (5,6%) T. hermanni waren positiv. In Ergänzung,
in den Seren von 8 von 19 (42,1%) T. marginata und 3 von 12 (25%)
T. horsfieldii war positiv (Tabelle 1). Keine der anderen Arten
hatte nachweisbare Antikörperspiegel. Interessanterweise 20 Tiere (11 T.
Graeca, 8 T. hermanni, 1 T. marginata), die mit RTPCR positiv getestet wurden
zeigte keine Antikörper gegen ToPV und 28 Tiere
(15 T. graeca, 7 T. hermanni, 5 T. marginata, 1 T. horsfieldii)
zeigten, dass Antikörper mit RT-PCR nicht positiv getestet wurden.
16 (11 T. graeca, 1 T. hermanni, 3 T. marginata, 1 T. horsfieldii)
von 289 getesteten Tieren mittels RT-PCR und Serologie getestet
positiv in beiden, und die Titer reichten von log2 = 2 bis log2 = 5.
Insgesamt waren 17 der 27 (63%) Sammlungen positiv (PCR oder
Serologie). ToPV-positive Tiere wurden in 13 von 16 (81,3%) gefunden.
Sammlungen einschließlich T. graeca und 9 von 19 (47,4%) Sammlungen einschließlich
T. hermanni. T. marginata präsentierte ToPV in 3 von 4 (75%)
untersuchte Bestände und T. horsfieldii präsentierte ToPV in 2 von 4 Sammlungen
(50%). Fünf von elf Sammlungen (45,5%) beherbergten T. graeca
und T. hermanni zeigten in beiden Arten positive Tiere.
T. marginata wurde in vier Sammlungen bei T. graeca geführt; in zwei von
diese (50%), beide Arten waren für ToPV positiv. Innerhalb der Single
die Anzahl der positiven Tiere variierte, aber auf keinen Fall
waren alle Tiere einer Sammlung positiv getestet.
Keines der ausgewachsenen Tiere oder keine Unteradultschildkröten
klinische Anzeichen, die verdächtigt sind, die Muschel zu erweichen, aber sieben Jungtiere
ein ToPV-positives, aber klinisch gesundes Zuchtpaar von T. graeca
demonstrierte einen weichen Panzer und Plastron, und alle starben
nach verschiedenen Perioden von Magersucht und Apathie. Alle sieben (100%)
bei RT-PCR positiv auf ToPV getestete Jungtiere; serologische inves -
Nach dem Tod waren nur zwei Tiere in der Lage - eines war
negativ und einer zeigte einen Antikörpertiter von log2 = 4.

Diskussion
Diese Studie wurde durchgeführt, um die Verteilung von ToPV zu bestimmen
in verschiedenen Schildkrötenarten in deutschen Sammlungen. Unter den verschiedenen
getesteten Arten zeigte T. graeca die höchste Prävalenz.
Hier waren 21,8% mittels RT-PCR positiv und 22,1% zeigten spezifisch
Antikörper, während bei T. hermanni nur 6,1% mittels PCR und


5,6% mit Serologie positiv getestet. T. marginata in positiv getestet
21% / 42,1% und T. horsfieldii in 8,3% / 25% für RT-PCR / Serologie,
beziehungsweise. Die Ergebnisse von T. marginata und T. horsfieldii können nicht sein
im Vergleich zu T. graeca und T. hermanni aufgrund der relativ kleinen
Mustergröße. In T. marginata nur 19 und in T. horsfieldii nur 13
Tiere waren vorhanden. Diese 19 T. marginata ori -
ginated aus nur vier verschiedenen Sammlungen und den 13 T. horsfieldii
kam auch aus nur vier Aktien. Da gab es jedoch
positive Tiere in diesen Arten und Heuser et al. (6) und März
Schang et al. (11, 14) auch positive Tiere in T. marginata nachweisen,
Sie wurden in diese Studie einbezogen.
Die Rolle der ToPV-positiven Tiere bei anderen Arten als
T. graeca bleibt unklar, da Anzeichen einer juvenilen Erweichung der Muschel auftreten
mit diesem Virus wurde nur in T. graeca berichtet. Dort
Es besteht eine hohe Wahrscheinlichkeit, dass sie als Virusträger fungieren. Ein Träger
Staat wurde auch für erwachsene T. graeca (6) spekuliert. Bisher,
klinische Anzeichen wurden nur bei juveniler T. graeca beobachtet (6). Keiner von
die adulten und subadultigen Tiere in unserer Studie zeigten
Anzeichen einer Krankheit, aber die Nachkommen eines ToPV-positiven T. graeca
das Zuchtpaar war 100% positiv, wenn es mittels RT-PCR nachgewiesen wurde.
und alle von ihnen starben in den ersten 16 Wochen nach dem Ausschlüpfen
verzögertes Wachstum, weicher Carapace und Plastron, Appetitlosigkeit und Apathie,
vergleichbar mit der Beschreibung von Heuser et al. (6).
Die Ergebnisse unserer Studie stützen die Daten früherer Studien:
Die höchste Anzahl von ToPV-positiven Tieren wird in nachgewiesen
T. graeca. Die Prävalenz in Deutschland war jedoch höher als in
frühere europaweit durchgeführte Studien (10). Daraus kann sich ergeben
aus dem breiteren Spektrum getesteter Herden. Züchter in Deutschland
Kontakt zu anderen Züchtern haben und Tiere gezüchtet und verkauft werden, so
Die Verteilung potenziell kranker / viruspositiver Tiere ist wahrscheinlich
ganz Europa umfassen. Zusätzlich haben wir mehrere getestet
Tiere in jeder Sammlung, außer bei den Ermittlungen in Europa,
wo entweder Proben in der Routinediagnostik von verschiedenen
Eigentümer oder Tiere in Feldstudien wurden getestet (10, 13). Wir ... auch
Unterstützung der potenziellen Rolle des Virus bei der Erweichung der Haut bei Jugendlichen
T. graeca, wie alle positiven Jungtiere aus einem positiven Zuchtpaar
zeigten klinische Anzeichen der Krankheit.
Die serologischen Ergebnisse stützen die Hypothese, dass erwachsene Tiere sind
sind Träger der Krankheit. Während in T. graeca 26 Tiere
(22,8%) hatten nachweisbare Antikörper gegen ToPV, T. hermanni
zeigten nur acht (7%) Tiere mit Antikörpern. Dies legt nahe, a
eine höhere Anfälligkeit für das Virus und diese Infektion ist im Gange
T. graeca, während T. hermanni das Virus nur ohne trägt
klinische Infektion und Serokonversion. Innerhalb eines einzigen Tests a
Änderung des Titers ist nicht sichtbar. In der vorliegenden Studie wurden Tiere
schickte nur einen Titer, aber kein Virus. Sie können überwunden haben
Infektion oder waren teilweise nicht verschüttet. Daher die Anzahl von
Tiere, die durch PCR positiv getestet wurden, sind möglicherweise höher
wenn Herden wiederholt getestet werden. Tiere, die positiv waren
PCR zeigte jedoch keine messbaren Anti-ToPV-Antikörpertiter
kann auch das Ergebnis einer Kontamination während der Probenentnahme sein.
Wahrscheinlicher ist ein früher Infektionszustand oder eine Infektion über die Vertikale
Übertragung, entweder mit einer latenten Infektion oder noch nicht messbar

Fazit für die Praxis
Weicher Panzer und Plastron können das Ergebnis unzureichender Unterbringung sein
und Unterernährung. Krankheit kann jedoch eine andere Ursache sein, und a
Es wurde ein Virus entdeckt, von dem vermutet wird, dass es zu einer Erweichung der Schale kommt Dieses Virus ist
verbreitet in Schildkrötensammlungen und anderen Arten als Testudo graeca
kann angesteckt werden. Tiere sollten vor ihrer Einführung getestet werden
aufgrund ihres vermuteten Trägerzustands in neue Sammlungen.

Antikörper. Antikörpertiter können sich auch in verschiedenen Stadien von ändern
Infektion, die auch die negativen Tiere erklären könnte. Inzwischen
Zwei weitere PCR-Protokolle wurden etabliert, verschiedene Stämme
wurden nachgewiesen und eine höhere Anzahl von Proben wurde
positiv getestet mit mehr als einem Protokoll (13). Es könnte sein
möglich, unsere Proben erneut zu testen, um genetische Variationen und
eine noch höhere oder genauere Prävalenz in Deutschland erzielen.
Die Verbreitung des Virus erfolgt wahrscheinlich vom Züchter bis zum
Züchter während Ausstellungen und Shows sowie aus direktem Kontakt
zwischen Tieren. Vertikale Übertragung ist auch sehr wahrscheinlich, da
gezeigt durch die ToPV-positiven Nachkommen der positiven Zucht
Paar, das keinen Kontakt zu ihren Eltern hatte. In Sammlungen,
Inkubation wird regelmäßig künstlich durchgeführt, und Eier oder
Jungtiere haben nach dem Verlegen keinen Kontakt zu den Erwachsenen,
während der Inkubation bis zur Schlupfzeit. Picornaviren können nicht
Überleben Sie auf der Eierschale über die Inkubationszeit von 53–63 Tagen
bei einer Temperatur von 28–32 ° C (17). Da wird ein Trägerstaat vorgeschlagen
Bei Erwachsenen und anderen Arten treten klinische Anzeichen nicht auf
Erwachsene, die strikte Einhaltung der Quarantäne und Trennung voneinander unterscheiden
Arten ist eine wichtige Kraft zur Unterdrückung der Ausbreitung in
Sammlungen beim Kauf oder Einführen neuer Tiere. Das beinhaltet
Tiere, die serologisch negativ sind und die
Virus sowie Tiere, die serologisch positiv sind.
27 der 88 kontaktierten Züchter stimmten der Teilnahme an
Studie. Diese waren in ganz Deutschland ungleich verteilt,
was zu der Vermutung führen kann, dass die Gesamtprävalenz von
Schildkröte Picornavirus wird möglicherweise nicht richtig geschätzt. Jedoch,
da der direkte Kontakt zwischen den Sammlungen selten ist und Tiere übertragen werden
durch Sammlungen im ganzen Land kann dies nur ein
kleiner Faktor. Trotzdem war dies die erste Studie, in der die Untersuchung der
Vorkommen des neu beschriebenen Virus in deutschen Schildkrötensammlungen.
Die festgestellte hohe Prävalenz zeigt eindeutig eine weite
Verbreitung des Virus innerhalb des Landes und seine potenzielle Bedeutung.

Erklärung zu Interessenkonflikten
Die Autoren erklären, dass kein Interessenkonflikt besteht. Keine finanziellen
oder irgendwelche externen Ressourcen waren am Verhalten von beteiligt
diese Studie.

Wir haben lange im Forum nichts mehr von Virus X gehört bzw. gelesen.
Aus gegebenem Anlass aus meinem privaten Umfeld hole ich das "Virus X" noch einmal hervor.

Siehe auch hier, wo einige Themen verlinkt sind (JA, im Geburtstagsthema): Mimi und Verena haben heute Geburtstag.